- 著者: Wu et al.
- Corresponding author: Yiquan Xu (Clinical Oncology School of Fujian Medical University, Fujian Cancer Hospital, Fuzhou 350014, China), Haipeng Xu (Clinical Oncology School of Fujian Medical University, Fujian Cancer Hospital, Fuzhou 350014, China), Jing Zhang (Clinical Oncology School of Fujian Medical University, Fujian Cancer Hospital, Fuzhou 350014, China), Chao Li (Clinical Oncology School of Fujian Medical University, Fujian Cancer Hospital, Fuzhou 350014, China)
- 雑誌: CancerLett
- 発行年: 2026
- Epub日: N/A
- Article種別: Original Article
- DOI: 10.1016/j.canlet.2026.218702
- pmid: ""
- category: “Clinical-Others”
- topics: [“Lung Cancer”, “Immunotherapy”, “Genomics”, “Tumor Microenvironment”]
- tags: [“SMARCA4-deficient NSCLC”, “Triple Combination Therapy”, “CD8+ T cells”, “CTLA4+ Tregs”, “Single-cell sequencing”]
- entities: [“SMARCA4”, “TP53”, “KEAP1”, “STK11”, “KRAS”, “EGFR”, “PD-1”, “CTLA4”, “CD8”, “FOXP3”, “IFN-γ”, “TNF-α”, “CCR7”, “LEF1”]
背景
肺がんは世界的にがん関連死亡の主要な原因であり、非小細胞肺がん（NSCLC）がその85%を占める (Szczepanski et al. 2022)。NSCLC患者の約5〜10%はSMARCA4変異を有し、これは一般的に予後不良と関連していることが報告されている (Herpel et al. 2017)。変異したSMARCA4またはSMARCA4発現の欠損は腫瘍の進行を加速させることが示されており (Concepcion et al. 2022, Lengel et al. 2023)、SMARCA4欠損NSCLC（SD-NSCLC）は非常に進行が早く、効果的な治療選択肢が不足しているため、ほとんどの患者で急速な死亡に至り、全生存期間中央値（mOS）はわずか7ヶ月という報告もある (Dagogo-Jack et al. 2020, Perret et al. 2019)。現在、SD-NSCLCに対する標準的な治療レジメンは確立されておらず、そのゲノム特性や免疫微小環境については十分に解明されていない点が課題として残されている。
SMARCA4遺伝子はSWI/SNFクロマチンリモデリング複合体の主要なATP依存性触媒サブユニットである転写活性化因子BRG1をコードしており (Agaimy 2022, Mardinian et al. 2021)、その欠損は腫瘍生物学に深く関与する。NSCLCにおいて、SMARCA4欠損はKRAS、KEAP1、STK11などのドライバー遺伝子の変異と共存することが多く (Schoenfeld et al. 2020)、これらの共変異は治療反応に影響を与える可能性がある。例えば、KRAS変異はSD-NSCLC患者でEGFRやALKなどの他の一般的なドライバー遺伝子変異よりも頻繁に発生することが示されている (Qiu et al. 2025)。さらに、SMARCA4欠損とSTK11変異の共存はより不良な予後と関連しており (Field et al. 2024)、SMARCA4が腫瘍進行において重要な役割を果たすことを強調している。SMARCA4欠損がサイクリン依存性キナーゼ4/6（CDK4/6）を合成致死効果を通じて抑制するというメカニズム研究は、CDK4/6阻害剤がSD-NSCLCの潜在的な治療戦略となる可能性を示唆している (Xue et al. 2019)。しかし、SMARCA4欠損の根底にあるゲノム特性とメカニズムは依然として不完全に理解されており、より効果的な治療戦略を特定するためにはさらなる研究が必要である。
SD-NSCLCに対する標準治療レジメンは確立されておらず (Sun et al. 2022)、これらの腫瘍は通常、有意な発がん性ドライバー遺伝子変異を欠き、SMARCA4阻害剤による直接的な標的化ができないため、標的治療の選択肢が限られている (Schoenfeld et al. 2020)。プラチナベースの化学療法に対する感受性を示す可能性が示唆されているものの (Armon et al. 2021)、従来の化学療法に対する反応は依然として不良であり (Tian et al. 2023)、比較的悪い予後につながっている。免疫療法はこれらの腫瘍の治療において一定の利点を示しており、非免疫療法と比較して、免疫療法がSD-NSCLCの無増悪生存期間中央値（mPFS）とmOSを大幅に改善することが示されている (Liu et al. 2025)。一部のSD-NSCLC患者で免疫療法の有効性が示されているが (Deng et al. 2025, Lin et al. 2023)、この患者集団における具体的な効果と根底にあるメカニズムについてはさらなる調査が必要である。
SMARCA4欠損が免疫微小環境に与える影響は複数の研究で検討されてきた。SMARCA4欠損未分化子宮肉腫（SDUS）の症例報告では、免疫微小環境分析によりCD3+およびCD8+免疫細胞の浸潤が認められたが、PD-L1発現は検出されなかった (Gao et al. 2023)。PD-1/PD-L1軸は重要な免疫チェックポイントとして機能し、腫瘍細胞上のPD-L1がT細胞上のPD-1受容体に結合すると、T細胞活性を抑制する阻害シグナルを伝達し、がん細胞が免疫監視を回避することを可能にする (Wang et al. 2023)。別の研究では、マウス卵巣がんモデルにおけるSMARCA4欠損が、長鎖末端反復配列の上方制御、インターフェロン刺激遺伝子の発現増加、抗原提示メカニズムの活性化によって示されるように、がん細胞内在性の免疫原性を増加させることを示した (Brodeur et al. 2024)。この免疫活性化はSTING、MAVS、IRF3シグナル伝達経路に依存するが、I型インターフェロン受容体とは独立している。さらに、SMARCA4欠損腫瘍は、腫瘍微小環境における細胞傷害性T細胞、NK細胞、骨髄系細胞の浸潤と活性化が有意に増加した。SMARCA4変異肺がんでは、複数のモデルがSMARCA4欠損がエンハンサー領域のクロマチンアクセシビリティを低下させ、STING1、IL-1β、IFN-βなどの免疫遺伝子の発現を抑制し、樹状細胞（DC）およびCD4+ T細胞の腫瘍微小環境への浸潤を減少させることを示した (Wang et al. 2025)。SMARCA4欠損に関連する免疫原性はがんの種類によって異なると考えられるが、SD-NSCLC患者の免疫微小環境は依然として十分に定義されておらず、この点が不足している。したがって、本研究はSD-NSCLCのゲノム特性、治療反応、および腫瘍免疫微小環境を解明し、これらの患者に対する標準治療確立のための理論的根拠を提供することを目的とする。
目的
本研究の目的は、SMARCA4欠損非小細胞肺がん（SD-NSCLC）患者におけるゲノム特性、治療反応、および腫瘍免疫微小環境を包括的に解明することである。具体的には、多施設後ろ向き研究を通じて、免疫療法ベースの併用療法がSD-NSCLCの治療効果に与える影響を評価し、その根底にある免疫学的メカニズムをin vivoモデルおよびシングルセル解析を用いて明らかにすることを目指した。これにより、SD-NSCLC患者に対する標準治療確立のための理論的根拠を提供し、精密免疫療法の新たな洞察を得ることを意図した。
結果
SMARCA4変異の分布とNSCLCにおける遺伝子変異: 多施設後ろ向きリアルワールド研究により、SD-NSCLC患者のゲノム特性と臨床治療アウトカムが調査された。参加4施設からの1,547例の多癌コホートにおいて、肺がんが66.3%と最大の割合を占めた (Figure 1A)。肺がん症例のうち、SMARCA4タンパク質発現欠損は4.5%であった (Figure 1B)。合計162例の進行SD-NSCLC患者が研究に含まれ、ベースラインデータ（Table 1）によると、患者は化学療法（n=25）、化学療法＋抗血管新生療法（n=25）、免疫療法＋化学療法（n=62）、免疫療法＋化学療法＋抗血管新生療法（n=37）、およびEGFR標的療法（n=13）の5つの治療群に割り当てられた。PD-L1発現データが利用可能な患者のうち、69例（42.59%）がPD-L1発現1%未満であり、11例（6.79%）がPD-L1発現50%以上であった。次世代シーケンシング（NGS）によりSMARCA4変異が検出された44例の肺がんサンプルを分析した結果、TP53（77%）、EGFR（39%）、STK11（27%）が最も頻繁にSMARCA4と共変異していた (Figure 1D)。cBioPortalデータベースからの74例と、本研究機関からの13例のSD-NSCLC患者を含む87例のゲノム特性を分析したところ、TP53（69%）、KEAP1（41%）、STK11（34%）が頻繁に共変異していた (Figure 1E)。これらの患者のmOS中央値はNR（95% CI: 13.34-NR）ヶ月、mPFS中央値は12.36ヶ月（95% CI: 3.6-NE）であった (Figure 1F, G)。TP53変異陽性患者はTP53野生型患者と比較して有意に長いPFSを示した（HR = 4.94, 95% CI: 1.08-22.64, p = 0.040） (Figure 1H)。
免疫療法ベースの三剤併用療法におけるSD-NSCLC患者の有意な有効性: 162例のSD-NSCLC患者における様々な一次治療レジメンのPFSへの影響を系統的に評価した。免疫療法（IO）の治療効果への影響を検討するため、患者をIO＋化学療法±抗血管新生療法群と化学療法±抗血管新生療法群の2群に分けた。その結果、IO＋化学療法±抗血管新生療法群のmPFS中央値は、化学療法±抗血管新生療法群と比較して有意に長かった（8.9ヶ月 vs. 3.0ヶ月、HR = 0.40, 95% CI: 0.28-0.57, p < 0.001） (Figure 2A)。両群の客観的奏効率（ORR）は48.6% vs. 39.0%、病勢コントロール率（DCR）は80.5% vs. 68.3%であった (Figure 2B)。さらに、異なる治療戦略の効果を詳細に分析したところ、IO＋化学療法＋抗血管新生療法群は、化学療法±抗血管新生療法群およびIO＋化学療法群と比較して、最も有意に長いmPFSを示した（12.1ヶ月 vs. 3.0ヶ月 vs 5.3ヶ月、p < 0.001） (Figure 2C)。IO＋化学療法＋抗血管新生療法群のDCRもこれら3つの治療法の中で最も高かった（89.6% vs. 68.3% vs. 74.4%） (Figure 2D)。4つの治療戦略間のサブグループ解析では、三剤併用療法であるIO＋化学療法＋抗血管新生療法群が、化学療法単独、化学療法＋抗血管新生療法、およびIO＋化学療法群と比較して、有意に長いmPFSを示した（12.10ヶ月 vs. 2.77ヶ月 vs. 4.07ヶ月 vs. 5.30ヶ月；p < 0.001） (Figure 2E)。DCRもIO＋化学療法＋抗血管新生療法群で最も高かった（89.6% vs. 63.6% vs. 73.7% vs. 74.4%） (Figure 2F)。EGFR感受性変異を有するSD-NSCLC患者における標的療法の有効性も評価された。EGFR標的療法群のmPFS中央値は、IO＋化学療法＋抗血管新生療法群とほぼ同等であった（13.20ヶ月 vs. 12.10ヶ月、HR = 1.11, 95% CI: 0.50-2.49, p = 0.808） (Figure 2G)。ORRはそれぞれ61.5%と44.8%、DCRは100.0%と89.6%であった (Figure 2H)。これらの結果は、免疫療法ベースの三剤併用療法が進行SD-NSCLC患者の生存率を大幅に改善することを示唆している。
免疫療法による臨床的利益はCD8+ T細胞の腫瘍内浸潤増加と関連: IO＋化学療法＋抗血管新生療法群における免疫微小環境を評価するため、奏効患者と非奏効患者の両方で多重免疫蛍光（mIF）実験を実施し、腫瘍微小環境における免疫関連タンパク質の違いを検出した (Figure 3)。奏効群はCD8+ T細胞レベルが有意に高かった一方、PD1+およびPD-L1+細胞には両群間で有意な差は認められなかった。対照的に、非奏効群ではCK+腫瘍細胞の割合が高かった。これらの結果は、免疫療法ベースの三剤併用療法の臨床的利益が、腫瘍内CD8+ T細胞浸潤の増加と関連している可能性を示唆している。
SD-NSCLCモデルにおける免疫療法ベースの三剤併用療法のin vivo検証: SD-NSCLCにおける治療効果をさらに検証するため、動物実験を実施した。まず、CRISPR/Cas9技術を用いてマウスNSCLC細胞株CMT167においてSMARCA4遺伝子の安定的なノックアウトが成功した (Figure S1)。次に、異なる治療レジメンがSD-NSCLCに与える影響をマウスモデルで評価した。C57BL/6マウスにSMARCA4 KO CMT167細胞を皮下注射し、マウスを対照、シスプラチン（DDP）、抗PD-1抗体、DDP＋抗PD-1、DDP＋抗PD-1＋ベバシズマブの各群にランダムに割り当てた (Figure 4A)。結果は、対照群と比較して、シスプラチン単剤療法群では有意な腫瘍抑制効果が認められなかった一方、抗PD-1、DDP＋抗PD-1、およびDDP＋抗PD-1＋ベバシズマブの併用療法群では有意な腫瘍抑制が示された (Figure 4B, C)。腫瘍重量の比較も体積変化と一致した (Figure 4D)。これらの有効な併用療法の中で、DDP、抗PD-1、およびベバシズマブの三剤併用療法が最も低い平均腫瘍体積と重量を示した。さらに、すべての治療群でマウスの体重に有意な変化は観察されず、良好な安全性プロファイルが示された (Figure 4E)。
免疫療法後のSMARCA4欠損マウスにおける免疫微小環境のシングルセル解析: フローサイトメトリー分析により、異なる治療併用がマウス免疫細胞集団に与える影響をさらに分析した。DDP群では対照群と比較してCD4+FOXP3+Tregの割合に有意な変化はなく、抗PD-1群でも有意な変化は観察されなかった (Figure 4F)。しかし、DDP＋抗PD-1群とDDP＋抗PD-1＋ベバシズマブ群の両方でTreg細胞の割合が有意に減少した。CD3+CD8+T細胞の割合に関しては、DDP群では対照群と比較して有意な変化はなかったが、抗PD-1、DDP＋抗PD-1、およびDDP＋抗PD-1＋ベバシズマブ群ではCD8+T細胞の割合が有意に増加した。これらの結果に基づき、腫瘍組織中のCD8+T細胞、FOXP3+Treg、およびKi67陽性増殖細胞を免疫組織化学（IHC）でさらに分析したところ、DDP＋抗PD-1＋ベバシズマブ併用療法群ではCD8+T細胞スコアが有意に増加し、FOXP3+Tregスコアが著しく減少した (Figure 4G)。さらに、DDP＋抗PD-1＋ベバシズマブ群ではKi67スコアが有意に減少した。全体として、DDP＋抗PD-1＋ベバシズマブ併用療法は、免疫応答の調節と腫瘍細胞増殖の抑制において有意な効果を示した。
シングルセル解析によるCTLA4+Tregの減少とTCRクローンの拡大: 異なる治療反応を示すマウスの腫瘍微小環境を特徴づけるため、対照群と抗PD-1群の腫瘍サンプルをscRNA-seqで分析し、IHCおよびmIF染色で検証した (Figure 5A)。初期データ処理では、すべてのサンプルで遺伝子検出数、総転写産物数、ミトコンドリア遺伝子割合について厳密な品質管理が適用された (Figure S2A)。UMAP次元削減により11の異なる細胞サブポピュレーションが特定され (Figure S2C)、細胞型アノテーションにより、B細胞、DC、上皮細胞、マクロファージ、線維芽細胞、好中球、ナチュラルキラー細胞、T細胞の8種類の細胞型が含まれることが明らかになった (Figure 5B)。対照群と抗PD-1群の間で細胞型の分布に違いが認められ、T細胞とB細胞は対照群でより多く、マクロファージは抗PD-1群で有意に豊富であった (Figure 5F)。細胞間相互作用の分析では、マクロファージと線維芽細胞が他の細胞型とより強い相互作用を示すことが判明した (Figure 5G)。
T細胞サブセットのさらなるクラスター分析により、BCL2+Naive T細胞、CCR7+Naive T細胞、CTLA4+Treg、IL17A+Th、LEF1+Naive T細胞、MS4A4B+CD8+エフェクターT細胞、TNFSF8+Thの7種類の細胞型を含む8つの異なる細胞サブポピュレーションが特定された (Figure 6A, B)。比率分析では、抗PD-1群でCTLA4+Tregのレベルが対照群と比較して有意に低いことが示された (Figure 6C)。さらに、抗PD-1群ではCTLA4+FOXP3+CD4+T細胞の著しい減少が確認され (Figure 6D)、これはIHCテストによっても裏付けられた (Figure 6E)。これらの結果は、抗PD-1治療後にCTLA4+Tregが減少することを示している。細胞間コミュニケーション分析では、CCR7+Naive T細胞、BCL2+Naive T細胞、およびMS4A4B+CD8+エフェクターT細胞が他の細胞型とより強い相互作用を示すことが示された (Figure 6F)。CTLA4+Tregと他のT細胞サブセットとの相互作用は、CCR7+Naive T細胞、BCL2+Naive T細胞、およびMS4A4B+CD8+エフェクターT細胞との関連性を示した (Figure 6G)。
TCRシーケンシング分析により、T細胞の特性とPD-1治療反応との関係をさらに調査した (Figure 7A)。対照群と比較して、抗PD-1群ではユニークなTCRクローンの割合が低かった (Figure S5A)。TCRクローン存在量分布の分析では、低存在量クローンの割合が減少し、中・高存在量クローンの割合が有意に増加した (Figure S5C)。Morista指数分析では、抗PD-1治療群と対照群の間でTCRクローン組成の重複が極めて低い（0.002）ことが明らかになり、免疫療法がT細胞クローンレパートリーを大幅に再構築したことを示している (Figure S5D)。UMAPプロットでは、クローン増殖した細胞の位置が可視化され (Figure 7B)、クローン型を共有するシングルセルクラスター間のネットワーク相互作用が描かれた (Figure 7C)。各T細胞サブセットにおける異なるクローンサイズの割合を分析したところ、対照群ではCCR7+Naive T細胞が中程度の頻度と大規模なクローンに主に存在したのに対し、抗PD-1群では超増殖クローンの割合が有意に高かった (Figure 7D)。同様に、LEF1+Naive T細胞では、対照群では中規模クローンにクローン存在量が集中していたのに対し、抗PD-1群では大規模クローンが著しく増加しており、抗PD-1療法がこのサブセット内でクローン増殖を促進することを示唆している。
考察/結論
SMARCA4欠損非小細胞肺がん（SD-NSCLC）は、極めて予後不良なNSCLCの進行性遺伝子型サブタイプであり (Rodriguez-Nieto et al. 2009, Peng et al. 2021)、現在、この特定のサブタイプに対する標準的な治療レジメンは存在せず、そのゲノム特性と免疫微小環境は依然として十分に理解されていない。本研究は、SD-NSCLC患者の複雑なゲノム特性を解明し、免疫療法ベースの三剤併用療法が、腫瘍免疫微小環境の再構築、具体的にはCD8+ T細胞活性の増強、CTLA4+Tregの抑制、および腫瘍反応性クローンの拡大を通じて、有意な臨床的利益をもたらす可能性を示した。
本研究は、SD-NSCLC患者の変異プロファイルを系統的に分析し、TP53、KEAP1、STK11、KRASの変異が優勢であることを発見した。これは既存の文献の知見と一致する (Schoenfeld et al. 2020, Qiu et al. 2025)。先行研究では、TP53、KEAP1、STK11、KRASの変異は通常、免疫療法への反応不良と関連することが示されている (Otegui et al. 2023)。しかし、本研究では、TP53変異を有する患者がTP53野生型患者と比較して有意に長いPFSを示した。この発見は一部の先行研究とは対照的であり、サンプルサイズの限界、治療の異質性、比較的短い追跡期間などの要因に起因する可能性がある。それにもかかわらず、これらの結果は、TP53変異状態がSD-NSCLCにおけるPFS予測の潜在的なバイオマーカーとして機能する可能性を示唆する最初の証拠を提供し、臨床予後評価への新しいアプローチを提示する。しかし、これらの知見の臨床的価値を完全に確立するためには、より大規模な独立したSD-NSCLC患者コホートにおける前向き検証が必要である。本研究は、SD-NSCLCの複雑な分子特性を浮き彫りにし、その病態形成に関するさらなる研究のための強固な基盤を提供する。
現在、SD-NSCLCの治療効果を検証する大規模な第III相臨床試験は実施されていない。しかし、いくつかの小規模研究では、免疫療法が進行SD-NSCLC患者の臨床予後を大幅に改善する可能性が示唆されている。例えば、進行期の69歳患者がニボルマブ治療後3年以上の全生存期間を達成した症例が報告されており (Lin et al. 2023)、このサブタイプにおける免疫療法の長期的な治療可能性を強調している。別の研究では、局所進行SD-NSCLC患者が局所療法と免疫チェックポイント阻害剤（ICI）の併用から利益を得る可能性があり、転移性SD-NSCLC患者では一次ICI治療がmPFSを約6.6ヶ月延長することが示唆されている (Liu et al. 2024)。Xu et al. (2025) の研究は、免疫療法を受けた患者が化学療法単独の患者よりも有意に優れたmOSを示すことをさらに確認している。さらに、ステージIVの遠隔転移を有する患者では、男性患者と免疫療法と化学療法の併用を受けた患者がより長い生存期間を示すことが示されている (Liang et al. 2023)。PD-1阻害剤と化学療法の併用は、ステージIII-IVのSD-NSCLC患者において、化学療法単独と比較して有意に優れた治療成績をもたらすことが報告されている (Wang et al. 2023)。本研究は、免疫療法ベースの三剤併用レジメンがSD-NSCLC患者のmPFSを9.33ヶ月有意に改善することを示した。本研究は、この患者集団における免疫療法ベースの三剤併用療法を初めて検討したものであり、このグループにとって最も効果的な現在の治療戦略となる可能性を示唆する。
本コホートにおいて、三剤併用療法はEGFRを標的とする単剤療法を受けた患者と比較して統計的に優位な有効性を示さなかった。この観察は、EGFR感受性変異を有するNSCLC患者にとって、一次EGFR標的療法が標準的かつ好ましい治療戦略であるという現在の臨床的コンセンサスと一致する。本データは、SD-NSCLCの特定のサブグループ内であっても、この原則が依然として当てはまる可能性を示唆している。異なる治療レジメンの安全性も本研究で評価され、特に免疫療法ベースの三剤併用レジメンに焦点が当てられた。このレジメンで最も頻繁に観察された有害事象には、骨髄抑制、肝腎毒性、肺毒性が含まれた。先行研究では、この三剤併用レジメンに関連する有害事象の大部分がグレード1または2であることが報告されている (Socinski et al. 2018)。全体として、進行SD-NSCLC患者において、このレジメンは良好な臨床的忍容性を示した。
先行研究では、SMARCA4欠損未分化子宮肉腫（SDUS）の免疫微小環境が他の子宮内膜間質肉腫（ESS）サブタイプと比較して調査されている。結果は、SDUSにおいて細胞傷害性Tリンパ球（CTL）、ヘルパーT細胞（Th細胞）、B細胞、マクロファージの密度が他のESSサブタイプよりも有意に高く、Th細胞とCTL、およびTh細胞とB細胞の間でより顕著な相互作用が認められた (Yao et al. 2024)。空間分析では、リンパ球が豊富な免疫学的ニッチと高度に血管新生された環境が特定され、SDUSが高度に免疫原性の腫瘍免疫微小環境を持つことが示唆され、免疫療法の適用に対する根拠が提供された。本研究は、SD-NSCLCにおける免疫併用療法への反応の根底にあるメカニズムを調査し、CD8+ T細胞浸潤の増強とTregの減少が主要な要因であることを発見した。抗腫瘍免疫における主要なエフェクター細胞であるCD8+ T細胞の増加は、免疫応答の活性化を直接的に反映する (Wang et al. 2020, Agarwal et al. 2022, Xu et al. 2022)。逆に、Tregの減少は免疫抑制微小環境を弱め、エフェクターT細胞を介した腫瘍殺傷をさらに増強する (Hsu et al. 2020, Li et al. 2019, Steiner et al. 2023)。これらの免疫微小環境の変化は、併用療法の主要な治療基盤を形成する。本研究は、scRNA-seqとscTCR-seqを統合した最初の研究であり、抗PD-1療法がCTLA4+Tregの割合を有意に減少させるとともに、主にCCR7+Naive T細胞とLEF1+Naive T細胞内で特定のTCRクローンの拡大を促進することを発見した。CTLA4はT細胞活性化の主要な負の制御因子であり、強力な免疫抑制機能と関連している (Wang et al. 2022, Kim et al. 2022, Shen et al. 2022)。したがって、CTLA4+Tregの減少は、局所の腫瘍免疫抑制環境を緩和するのに役立つ可能性がある。CCR7+Naive T細胞はリンパ節に移動し、抗原提示後にエフェクターT細胞に分化する能力がある (Sallusto et al. 1999)。これは、免疫併用療法が短期的なエフェクター免疫応答を活性化するだけでなく、ナイーブT細胞クローンを増幅することで長期的な免疫記憶の形成を促進する可能性があり、患者の生存期間を延長する潜在的なメカニズムを提供する。
最近の研究では、SMARCA4変異を有する肺腺がん（LUAD）患者の免疫微小環境が調査され、生存率の低下と、mTOR/MYCシグナル伝達経路とともに自然免疫抑制の異常な濃縮が示されている (Peng et al. 2025)。また、別の研究では、SMARCA4欠損胸部腫瘍における免疫血管新生併用療法の可能性が検討されている (Liu et al. 2025)。しかし、この研究は小規模な単施設後ろ向き分析であり、主に臨床現象の観察に焦点を当てていた。対照的に、本研究はより大規模な多施設コホートを登録し、この併用療法に対するより強力な臨床的証拠を提供した。さらに重要なことに、in vivoモデルとシングルセルシーケンシングを通じて、メカニズムレベルでの免疫微小環境の再構築を明らかにし、臨床観察に対する堅固な生物学的裏付けを提供した。本研究は、シングルセルRNAシーケンシングとシングルセルTCRシーケンシングを組み合わせて、免疫療法中のSD-NSCLCの免疫微小環境における動的な変化を検討した最初の研究であり、将来の治療戦略開発に貴重な洞察を提供する。
本研究は進行SMARCA4欠損NSCLCにおける免疫療法の強力な証拠を提供するが、いくつかの限界も認識する必要がある。第一に、ゲノムプロファイリングのサンプルサイズが比較的小さく、これらの知見が臨床コホート全体のゲノム特性を完全に代表するかどうかを確認するためには、より大規模な検証が必要である。第二に、後ろ向き研究デザインは、治療選択や有効性評価においてバイアスを導入する可能性がある。したがって、本研究の知見を検証し、追加の治療標的を特定するためには、前向き大規模研究が今後の課題として残されている。
方法
本研究は、2019年1月から2024年10月までに治療を受け、追跡調査された患者の診療履歴データを用いた多施設後ろ向き研究として実施された。データは中国の4つの癌センター（福建省癌病院、福建省立病院、福建省福州肺病院、厦門大学第一付属病院）から収集された。対象患者は18歳以上で、Eastern Cooperative Oncology Group（ECOG）パフォーマンスステータススコアが0から2であった。合計162例の切除不能なステージIII/IVのSD-NSCLC患者の記録を遡及的にレビューした。SMARCA4発現欠損は組織検体における免疫組織化学（IHC）により確認され、欠損を引き起こす変異は腫瘍DNAの次世代シーケンシング（NGS）により確認された。各患者は少なくとも1回の追跡調査記録を有した。最終追跡調査日は2025年11月30日であった。本研究は福建省癌病院倫理委員会（承認番号：K2025-252-01）の承認を得ており、全ての参加者は登録前に書面によるインフォームドコンセントを提供した。
有効性評価項目として、PFS、客観的奏効率（ORR）、病勢コントロール率（DCR）をRECIST 1.1（固形がんの治療効果判定基準）に従って評価し、独立した盲検放射線科医によるレビューで確認した。PFSは治療開始から病勢進行または死亡までの期間と定義された。進行が認められない患者の場合、PFSは最終の病勢評価スキャンで打ち切られた。ORRは完全奏効（CR）または部分奏効（PR）を達成した患者の割合として算出され、DCRはCR、PR、または安定（SD）を達成した患者の割合として定義された。
ゲノムDNAは治療前に採取された腫瘍生検検体から抽出された。ライブラリ調製はKAPA Hyper Prep Kitを用いて行われ、1,021のがん関連遺伝子を標的とするカスタムプローブを用いたハイブリダイゼーションキャプチャーが実施された。シーケンスはGenePlusのGeneSeq 2000プラットフォームで行われた。体細胞変異はMuTectを用いて同定され、対照として末梢血白血球（PBL）DNAが使用された。
動物実験は福建省立病院動物倫理委員会（ライセンス番号：IACUC-FPH-SL-20250226[0818]）の承認を得て実施された。C57BL/6マウス（4-6週齢）にCRISPR/Cas9技術を用いてSMARCA4遺伝子を安定的にノックアウトしたCMT167細胞（5×10⁵細胞）を皮下注射した。腫瘍体積が約100 mm³に達した後、マウスは対照、シスプラチン（DDP）、抗PD-1抗体、DDP＋抗PD-1、DDP＋抗PD-1＋ベバシズマブの5群にランダムに割り当てられた。腫瘍体積は毎週測定され、治療終了時または腫瘍直径が1.5 cmに達した時点でマウスは安楽死され、腫瘍組織はさらに分析された。
IHC染色は、ホルマリン固定パラフィン包埋組織切片に対して行われた。抗原賦活化後、CD8、FOXP3、CD4、CTLA4、Ki67などの特異的抗体を用いて一晩インキュベートされた。多重免疫蛍光（mIF）染色は、自動染色装置を用いて同様に実施され、CD8、FOXP3、CK、PD1、PD-L1、CTLA4などのマーカーが分析された。フローサイトメトリー分析は、腫瘍組織から単離された細胞を用いてCD3、CD4、FOXP3などの免疫細胞集団を評価するために行われた。
シングルセルRNAシーケンシング（scRNA-seq）ライブラリは10x Genomicsシングルセル3’トランスクリプトームシーケンシング法を用いて調製され、Illumina NovaSeq Xplusプラットフォームでシーケンスされた。シングルセルTCRシーケンシング（scTCR-seq）ライブラリも10x Genomics Single-Cell V(D)J Amplification Kitを用いて調製され、NovaSeq Xplusプラットフォームでシーケンスされた。scRNA-seqデータはSeuratパッケージ（バージョン5.3.0）を用いて処理され、品質管理、正規化、次元削減、クラスター化、細胞型アノテーションが行われた。細胞軌跡分析はmonocleパッケージ（バージョン2.36.0）を用いて行われ、細胞間コミュニケーション分析はCellChatパッケージ（バージョン1.6.1）を用いて実施された。scTCR-seqデータはscRepertoireパッケージ（バージョン2.4.0）を用いて処理され、クローンタイプ定量、クローン存在量分布、クローン空間ホメオスタシス、クローン重複が分析された。
統計解析はGraphPad Prism 9.0、SPSS 23.0、およびRソフトウェア（バージョン4.4.2）を用いて行われた。PFSイベント時間の分布はKaplan-Meier法を用いて推定され、治療群間の差はログランク検定により評価された。治療効果を評価するために、ORRおよびDCRの比較にはカイ二乗検定が用いられた。量的データはStudent’s t検定を用いて比較され、カテゴリデータはカイ二乗検定を用いて分析された。全ての統計解析は両側検定で行われ、統計的有意性は両側p値が0.05未満と定義された。